ELECTROPHYSIOLOGICAL METHODS IN NOCICEPTION RESEARCH: doi.org/10.17721/1728.2748.2025.100.66-71

Yurii TKACHENKO; Oleksandr MAXIMYUK; Andrii CHERNINSKYI; Oleg KRISHTAL

Автор(и)

Юрій ТКАЧЕНКО Інститут фізіології ім. О. О. Богомольця НАН України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0002-8735-8835
Олександр МАКСИМЮК Інститут фізіології ім. О. О. Богомольця НАН України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0003-3288-4974
Андрій ЧЕРНІНСЬКИЙ Інститут фізіології ім. О. О. Богомольця НАН України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0003-4058-1834
Олег КРИШТАЛЬ Інститут фізіології ім. О. О. Богомольця НАН України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0003-3342-9930

Ключові слова:

ноцицепція, сенсорні нейрони, зовнішньоклітинний запис нервової активності, patch-clamp, больова поведінка

Анотація

Проблема контролю болю є однією з ключових у сучасній медицині. Серед методів знеболення особливу роль відіграє фармакотерапія, яка базується на застосуванні широкого спектра препаратів із знеболювальною активністю. Сучасна фармакологія вимагає створення інноваційних знеболювальних препаратів, які були б ефективнішими, нетоксичними, безпечними для здоров’я та зручними у використанні. Процес розробки нових лікарських засобів охоплює етапи проектування, синтезу та тестування молекул. Аналіз експериментальних даних, отриманих під час досліджень протибольових засобів, дозволяє краще зрозуміти молекулярні механізми болю. Для детального вивчення знеболювальної дії та молекулярних механізмів, що лежать в основі ноцицептивної чутливості, використовуються різні методи дослідження. Ці підходи включають тестування дії протибольових засобів ноцицептивну відповідь викликану за допомогою хімічних, температурних і механічних стимулів. Проведення фундаментальних, скринінгових і прикладних досліджень вимагає від дослідників максимальної об'єктивності в отриманні результатів, із урахуванням усіх факторів, що можуть вплинути на їх реєстрацію та інтерпретацію.

Мета даного дослідження – це загальний опис найбільш широковживаних методів які використовуються у дослідницьких лабораторіях для тестування ноцицептивної чутливості шкіри які включають електрофізіологічне дослідження соми культивованих нейронів in vitro, запис аферентної активності in vivo і ex vivo, а також методи дослідження больової поведінки тварин. З переліком й аналізом факторів, які слід враховувати, при інтерпретації екcпериментальних даних фармакологічних досліджень. Що допоможе обрати адекватний методичний підхід для дослідження обраного механізму сенсорної чутливості.

Посилання

Bannon, A. W., & Malmberg, A. B. (2007). Models of nociception: hot-plate, tail-flick, and formalin tests in rodents. Curr Protoc Neurosci, Chapter 8, Unit 8 9. doi: 10.1002/0471142301.ns0809s41

Basbaum, A. I., Bautista, D. M., Scherrer, G., & Julius, D. (2009). Cellular and molecular mechanisms of pain. Cell, 139(2), 267-284. doi: 10.1016/j.cell.2009.09.028

Baumbauer, K. M., DeBerry, J. J., Adelman, P. C., Miller, R. H., Hachisuka, J., Lee, K. H., . . . Albers, K. M. (2015). Keratinocytes can modulate and directly initiate nociceptive responses. Elife, 4. doi: 10.7554/eLife.09674

Benn, S. C., Costigan, M., Tate, S., Fitzgerald, M., & Woolf, C. J. (2001). Developmental expression of the TTX-resistant voltage-gated sodium channels Nav1.8 (SNS) and Nav1.9 (SNS2) in primary sensory neurons. J Neurosci, 21(16), 6077-6085. doi: 10.1523/JNEUROSCI.21-16-06077.2001

Bevan, S., Hothi, S., Hughes, G., James, I. F., Rang, H. P., Shah, K., . . . Yeats, J. C. (1992). Capsazepine: a competitive antagonist of the sensory neurone excitant capsaicin. Br J Pharmacol, 107(2), 544-552. doi: 10.1111/j.1476-5381.1992.tb12781.x

Bhave, G., & Gereau, R. W. t. (2004). Posttranslational mechanisms of peripheral sensitization. J Neurobiol, 61(1), 88-106. doi: 10.1002/neu.20083

Burkholder, T., Foltz, C., Karlsson, E., Linton, C. G., & Smith, J. M. (2012). Health Evaluation of Experimental Laboratory Mice. Curr Protoc Mouse Biol, 2, 145-165. doi: 10.1002/9780470942390.mo110217

Caterina, M. J., Leffler, A., Malmberg, A. B., Martin, W. J., Trafton, J., Petersen-Zeitz, K. R., . . . Julius, D. (2000). Impaired nociception and pain sensation in mice lacking the capsaicin receptor. Science, 288(5464), 306-313. doi: 10.1126/science.288.5464.306

Caterina, M. J., Schumacher, M. A., Tominaga, M., Rosen, T. A., Levine, J. D., & Julius, D. (1997). The capsaicin receptor: a heat-activated ion channel in the pain pathway. Nature, 389(6653), 816-824. doi: 10.1038/39807

Chen, X., Belmonte, C., & Rang, H. P. (1997). Capsaicin and carbon dioxide act by distinct mechanisms on sensory nerve terminals in the cat cornea. Pain, 70(1), 23-29. doi: 10.1016/s0304-3959(96)03256-3

Chen, Z., Huang, Q., Song, X., Ford, N. C., Zhang, C., Xu, Q., . . . Guan, Y. (2022). Purinergic signaling between neurons and satellite glial cells of mouse dorsal root ganglia modulates neuronal excitability in vivo. Pain, 163(8), 1636-1647. doi: 10.1097/j.pain.0000000000002556

Costa, F. A., & Moreira Neto, F. L. (2015). [Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain]. Rev Bras Anestesiol, 65(1), 73-81. doi: 10.1016/j.bjan.2013.07.013

Cummins, T. R., Dib-Hajj, S. D., Black, J. A., Akopian, A. N., Wood, J. N., & Waxman, S. G. (1999). A novel persistent tetrodotoxin-resistant sodium current in SNS-null and wild-type small primary sensory neurons. J Neurosci, 19(24), RC43. doi: 10.1523/JNEUROSCI.19-24-j0001.1999

Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., & Vetter, I. (2017). Methods Used to Evaluate Pain Behaviors in Rodents. Front Mol Neurosci, 10, 284. doi: 10.3389/fnmol.2017.00284

Doherty, E. M., Fotsch, C., Bannon, A. W., Bo, Y., Chen, N., Dominguez, C., . . . Norman, M. H. (2007). Novel vanilloid receptor-1 antagonists: 2. Structure-activity relationships of 4-oxopyrimidines leading to the selection of a clinical candidate. J Med Chem, 50(15), 3515-3527. doi: 10.1021/jm070190p

Dray, A., Forbes, C. A., & Burgess, G. M. (1990). Ruthenium red blocks the capsaicin-induced increase in intracellular calcium and activation of membrane currents in sensory neurones as well as the activation of peripheral nociceptors in vitro. Neurosci Lett, 110(1-2), 52-59. doi: 10.1016/0304-3940(90)90786-9

Duman, E. N., Kesim, M., Kadioglu, M., Ulku, C., Kalyoncu, N. I., & Yaris, E. (2006). Effect of gender on antinociceptive effect of paroxetine in hot plate test in mice. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiatry, 30(2), 292-296. doi: 10.1016/j.pnpbp.2005.10.012

Eller, O. C., Stair, R. N., Neal, C., Rowe, P. S. N., Nelson-Brantley, J., Young, E. E., & Baumbauer, K. M. (2022). Comprehensive phenotyping of cutaneous afferents reveals early-onset alterations in nociceptor response properties, release of CGRP, and hindpaw edema following spinal cord injury. Neurobiol Pain, 12, 100097. doi: 10.1016/j.ynpai.2022.100097

Funakoshi, K., Nakano, M., Atobe, Y., Goris, R. C., Kadota, T., & Yazama, F. (2006). Differential development of TRPV1-expressing sensory nerves in peripheral organs. Cell Tissue Res, 323(1), 27-41. doi: 10.1007/s00441-005-0013-3

Gavva, N. R., Bannon, A. W., Hovland, D. N., Jr., Lehto, S. G., Klionsky, L., Surapaneni, S., . . . Treanor, J. J. (2007). Repeated administration of vanilloid receptor TRPV1 antagonists attenuates hyperthermia elicited by TRPV1 blockade. J Pharmacol Exp Ther, 323(1), 128-137. doi: 10.1124/jpet.107.125674

Gavva, N. R., Klionsky, L., Qu, Y., Shi, L., Tamir, R., Edenson, S., . . . Treanor, J. J. (2004). Molecular determinants of vanilloid sensitivity in TRPV1. J Biol Chem, 279(19), 20283-20295. doi: 10.1074/jbc.M312577200

Gong, K., Ohara, P. T., & Jasmin, L. (2016). Patch Clamp Recordings on Intact Dorsal Root Ganglia from Adult Rats. J Vis Exp(115). doi: 10.3791/54287

Habelt, C., Kessler, F., Distler, C., Kress, M., & Reeh, P. W. (2000). Interactions of inflammatory mediators and low pH not influenced by capsazepine in rat cutaneous nociceptors. Neuroreport, 11(5), 973-976. doi: 10.1097/00001756-200004070-00015

Hanani, M. (2005). Satellite glial cells in sensory ganglia: from form to function. Brain Res Brain Res Rev, 48(3), 457-476. doi: 10.1016/j.brainresrev.2004.09.001

Hanani, M. (2010). Satellite glial cells: more than just 'rings around the neuron'. Neuron Glia Biol, 6(1), 1-2. doi: 10.1017/S1740925X10000104

Hanani, M., & Spray, D. C. (2020). Emerging importance of satellite glia in nervous system function and dysfunction. Nat Rev Neurosci, 21(9), 485-498. doi: 10.1038/s41583-020-0333-z

Hoffmann, T., Klemm, F., T, I. K., Sauer, S. K., Kistner, K., Riedl, B., . . . Reeh, P. W. (2022). The formalin test does not probe inflammatory pain but excitotoxicity in rodent skin. Physiol Rep, 10(6), e15194. doi: 10.14814/phy2.15194

Keum, S., & Shin, H. S. (2016). Rodent models for studying empathy. Neurobiol Learn Mem, 135, 22-26. doi: 10.1016/j.nlm.2016.07.022

Kirschstein, T., Greffrath, W., Busselberg, D., & Treede, R. D. (1999). Inhibition of rapid heat responses in nociceptive primary sensory neurons of rats by vanilloid receptor antagonists. J Neurophysiol, 82(6), 2853-2860. doi: 10.1152/jn.1999.82.6.2853

Kovalchuk Yu, N., Krishtal, O. A., & Nowycky, M. C. (1990). The proton-activated inward current of rat sensory neurons includes a calcium component. Neurosci Lett, 115(2-3), 237-242. doi: 10.1016/0304-3940(90)90461-h

Kress, M., Koltzenburg, M., Reeh, P. W., & Handwerker, H. O. (1992). Responsiveness and functional attributes of electrically localized terminals of cutaneous C-fibers in vivo and in vitro. J Neurophysiol, 68(2), 581-595. doi: 10.1152/jn.1992.68.2.581

Krishtal, O. A., & Pidoplichko, V. I. (1981). Receptor for protons in the membrane of sensory neurons. Brain Res, 214(1), 150-154. doi: 10.1016/0006-8993(81)90446-7

Lin, Y. T., & Chen, J. C. (2018). Dorsal Root Ganglia Isolation and Primary Culture to Study Neurotransmitter Release. J Vis Exp(140). doi: 10.3791/57569

Manninen, T., Acimovic, J., Havela, R., Teppola, H., & Linne, M. L. (2018). Challenges in Reproducibility, Replicability, and Comparability of Computational Models and Tools for Neuronal and Glial Networks, Cells, and Subcellular Structures. Front Neuroinform, 12, 20. doi: 10.3389/fninf.2018.00020

Molliver, D. C., Cook, S. P., Carlsten, J. A., Wright, D. E., & McCleskey, E. W. (2002). ATP and UTP excite sensory neurons and induce CREB phosphorylation through the metabotropic receptor, P2Y2. Eur J Neurosci, 16(10), 1850-1860. doi: 10.1046/j.1460-9568.2002.02253.x

Ohtori, S., Takahashi, K., Moriya, H., & Myers, R. R. (2004). TNF-alpha and TNF-alpha receptor type 1 upregulation in glia and neurons after peripheral nerve injury: studies in murine DRG and spinal cord. Spine (Phila Pa 1976), 29(10), 1082-1088. doi: 10.1097/00007632-200405150-00006

Paricio-Montesinos, R., Schwaller, F., Udhayachandran, A., Rau, F., Walcher, J., Evangelista, R., . . . Lewin, G. R. (2020). The Sensory Coding of Warm Perception. Neuron, 106(5), 830-841 e833. doi: 10.1016/j.neuron.2020.02.035

Pattison, L. A., Callejo, G., & St John Smith, E. (2019). Evolution of acid nociception: ion channels and receptors for detecting acid. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci, 374(1785), 20190291. doi: 10.1098/rstb.2019.0291

Pitcher, G. M., Ritchie, J., & Henry, J. L. (1999). Paw withdrawal threshold in the von Frey hair test is influenced by the surface on which the rat stands. J Neurosci Methods, 87(2), 185-193. doi: 10.1016/s0165-0270(99)00004-7

Price, M. P., McIlwrath, S. L., Xie, J., Cheng, C., Qiao, J., Tarr, D. E., . . . Welsh, M. J. (2001). The DRASIC cation channel contributes to the detection of cutaneous touch and acid stimuli in mice. Neuron, 32(6), 1071-1083. doi: 10.1016/s0896-6273(01)00547-5

Qarot, E., Guan, Y., & Hanani, M. (2024). The protective barrier role of satellite glial cells in sensory ganglia. Glia, 72(6), 1054-1066. doi: 10.1002/glia.24511

Reeh, P. W. (1986). Sensory receptors in mammalian skin in an in vitro preparation. Neurosci Lett, 66(2), 141-146. doi: 10.1016/0304-3940(86)90180-1

Ru, F., Sun, H., Jurcakova, D., Herbstsomer, R. A., Meixong, J., Dong, X., & Undem, B. J. (2017). Mechanisms of pruritogen-induced activation of itch nerves in isolated mouse skin. J Physiol, 595(11), 3651-3666. doi: 10.1113/JP273795

Savidge, J. R., Ranasinghe, S. P., & Rang, H. P. (2001). Comparison of intracellular calcium signals evoked by heat and capsaicin in cultured rat dorsal root ganglion neurons and in a cell line expressing the rat vanilloid receptor, VR1. Neuroscience, 102(1), 177-184. doi: 10.1016/s0306-4522(00)00447-4

Schmidt, A., Rossetti, G., Joussen, S., & Grunder, S. (2017). Diminazene Is a Slow Pore Blocker of Acid-Sensing Ion Channel 1a (ASIC1a). Mol Pharmacol, 92(6), 665-675. doi: 10.1124/mol.117.110064

Schoenen, J., Delree, P., Leprince, P., & Moonen, G. (1989). Neurotransmitter phenotype plasticity in cultured dissociated adult rat dorsal root ganglia: an immunocytochemical study. J Neurosci Res, 22(4), 473-487. doi: 10.1002/jnr.490220414

St Pierre, M., Reeh, P. W., & Zimmermann, K. (2009). Differential effects of TRPV channel block on polymodal activation of rat cutaneous nociceptors in vitro. Exp Brain Res, 196(1), 31-44. doi: 10.1007/s00221-009-1808-3

Steen, K. H., Issberner, U., & Reeh, P. W. (1995). Pain due to experimental acidosis in human skin: evidence for non-adapting nociceptor excitation. Neurosci Lett, 199(1), 29-32. doi: 10.1016/0304-3940(95)12002-l

Steen, K. H., Reeh, P. W., Anton, F., & Handwerker, H. O. (1992). Protons selectively induce lasting excitation and sensitization to mechanical stimulation of nociceptors in rat skin, in vitro. J Neurosci, 12(1), 86-95. doi: 10.1523/JNEUROSCI.12-01-00086.1992

Steen, K. H., Wegner, H., & Reeh, P. W. (1999). The pH response of rat cutaneous nociceptors correlates with extracellular [Na+] and is increased under amiloride. Eur J Neurosci, 11(8), 2783-2792. doi: 10.1046/j.1460-9568.1999.00695.x

Stucky, C. L., Medler, K. A., & Molliver, D. C. (2004). The P2Y agonist UTP activates cutaneous afferent fibers. Pain, 109(1-2), 36-44. doi: 10.1016/j.pain.2004.01.007

Takeda, M., Nasu, M., Kanazawa, T., & Shimazu, Y. (2015). Activation of GABA(B) receptors potentiates inward rectifying potassium currents in satellite glial cells from rat trigeminal ganglia: in vivo patch-clamp analysis. Neuroscience, 288, 51-58. doi: 10.1016/j.neuroscience.2014.12.024

Tjolsen, A., Berge, O. G., Hunskaar, S., Rosland, J. H., & Hole, K. (1992). The formalin test: an evaluation of the method. Pain, 51(1), 5-17. doi: 10.1016/0304-3959(92)90003-T

Tjolsen, A., Rosland, J. H., Berge, O. G., & Hole, K. (1991). The increasing-temperature hot-plate test: an improved test of nociception in mice and rats. J Pharmacol Methods, 25(3), 241-250. doi: 10.1016/0160-5402(91)90014-v

Tkachenko, Y., Khmyz, V., Buta, A., Isaev, D., Maximyuk, O., & Krishtal, O. (2023). Acid-sensing ion channel blocker diminazene facilitates proton-induced excitation of afferent nerves in a similar manner that Na(+)/H(+) exchanger blockers do. Front Cell Neurosci, 17, 1131661. doi: 10.3389/fncel.2023.1131661

Tominaga, M., Caterina, M. J., Malmberg, A. B., Rosen, T. A., Gilbert, H., Skinner, K., . . . Julius, D. (1998). The cloned capsaicin receptor integrates multiple pain-producing stimuli. Neuron, 21(3), 531-543. doi: 10.1016/s0896-6273(00)80564-4

Ugawa, S., Ueda, T., Ishida, Y., Nishigaki, M., Shibata, Y., & Shimada, S. (2002). Amiloride-blockable acid-sensing ion channels are leading acid sensors expressed in human nociceptors. J Clin Invest, 110(8), 1185-1190. doi: 10.1172/JCI15709

Ugawa, S., Ueda, T., Yamamura, H., & Shimada, S. (2005). In situ hybridization evidence for the coexistence of ASIC and TRPV1 within rat single sensory neurons. Brain Res Mol Brain Res, 136(1-2), 125-133. doi: 10.1016/j.molbrainres.2005.01.010

Vermeiren, S., Bellefroid, E. J., & Desiderio, S. (2020). Vertebrate Sensory Ganglia: Common and Divergent Features of the Transcriptional Programs Generating Their Functional Specialization. Front Cell Dev Biol, 8, 587699. doi: 10.3389/fcell.2020.587699

Waxman, S. G., Cummins, T. R., Dib-Hajj, S., Fjell, J., & Black, J. A. (1999). Sodium channels, excitability of primary sensory neurons, and the molecular basis of pain. Muscle Nerve, 22(9), 1177-1187. doi: 10.1002/(sici)1097-4598(199909)22:9<1177::aid-mus3>3.0.co;2-p

Zhang, H., Mei, X., Zhang, P., Ma, C., White, F. A., Donnelly, D. F., & Lamotte, R. H. (2009). Altered functional properties of satellite glial cells in compressed spinal ganglia. Glia, 57(15), 1588-1599. doi: 10.1002/glia.20872

Zhang, J. M., Donnelly, D. F., & LaMotte, R. H. (1998). Patch clamp recording from the intact dorsal root ganglion. J Neurosci Methods, 79(1), 97-103. doi: 10.1016/s0165-0270(97)00164-7

Zhang, J. M., Song, X. J., & LaMotte, R. H. (1999). Enhanced excitability of sensory neurons in rats with cutaneous hyperalgesia produced by chronic compression of the dorsal root ganglion. J Neurophysiol, 82(6), 3359-3366. doi: 10.1152/jn.1999.82.6.3359

Zheng, J. H., Walters, E. T., & Song, X. J. (2007). Dissociation of dorsal root ganglion neurons induces hyperexcitability that is maintained by increased responsiveness to cAMP and cGMP. J Neurophysiol, 97(1), 15-25. doi: 10.1152/jn.00559.2006

Zimmermann, K., Hein, A., Hager, U., Kaczmarek, J. S., Turnquist, B. P., Clapham, D. E., & Reeh, P. W. (2009). Phenotyping sensory nerve endings in vitro in the mouse. Nat Protoc, 4(2), 174-196. doi: 10.1038/nprot.2008.223