ОКИСНА МОДИФІКАЦІЯ БІЛКІВ У СИРОВАТЦІ КРОВІ ЩУРІВ ЗА УМОВ ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО ОСТЕОАРТРИТУ ТА СУМІСНОГО ВВЕДЕННЯ ХОНДРОПРОТЕКТОРА ТА МУЛЬТИПРОБІОТИКА
DOI 10.17721/1728_2748.2020.81.64-68
Ключові слова:
експериментальний остеоартрит, хондроїтин сульфат, мультипробіотик, окисна модифікація білків, сироватка кровіАнотація
Однією з актуальних проблем сучасної медицини є захворювання суглобів. Серед них важливе місце займають остеоартрити. Формування остеоартритів супроводжується розвитком запалення, що призводить до пошкодження всіх структур суглобу. Важливу роль у запальних процесах відіграє інтенсифікація вільнорадикальних процесів. По мірі розвитку захворювання суглоби втрачають рухливість, що призводить до зниження якості життя хворих та розвитку інвалідності. У зв'язку із цим актуальним є пошук препаратів, які б мали регенераційні, протизапальні й антирадикальні властивості. Проаналізовано сумісну дію хондроїтин сульфату та мультипробіотика на вміст продуктів окисної модифікації білків і рівень сульфгідрильних груп у сироватці крові щурів за умов монойодацетат-індукованого остеоартриту. Дослідження проведені на білих нелінійних статевозрілих щурах-самцях масою 180–240 г із дотриманням загальних етичних принципів експериментів на тваринах. Модель експериментального остеоартриту створювали шляхом уведення в колінну зв'язку 1 мг монойодацетату натрію. У ролі терапевтичних агентів використовували хондроїтин сульфат та мультипробіотик. Уміст продуктів окисної модифікації білків визначали за рівнем карбонільних похідних, які виявляються в реакції з 2,4-динітрофенілгідразином. Рівень загальних, білок-зв'язаних та небілкових сульфгідрильних груп вимірювали за методом Елмана. Встановлено, що при монойодацетат-індукованому остеоартриті у сироватці крові щурів зростає вміст продуктів окисної модифікації білків. Зростає рівень нейтральних альдегідних продуктів (E max = 356 нм) – у 2,5 раза та нейтральних кетонних продуктів (E max = 370 нм) відповідно – в 2,1 раза порівняно з контролем. За тих же умов експерименту у сироватці крові кількість основних альдегідних продуктів (E max = 430 нм) збільшується в 1,9 раза, при цьому вміст основних кетонних продуктів (E max = 530 нм) зростає в 1,7 раза порівняно з показниками контрольної групи. При експериментальному остеоартриті у сироватці крові вміст сульфгідрильних груп знижується: небілкових SH-груп – в 1,5 раза, білкових і загальних SH-груп – в 1,7 раза відносно контролю. Це свідчить про порушення окисно-антиоксидантної рівноваги та розвиток окисного стресу в організмі при експериментальному остеоартриті. Показано, що при сумісному введенні хондроїтин сульфату та мультипробіотика тваринам з експериментальним остеоартритом зазначені вище показники частково відновлювались.
Посилання
1. Rezus E., Cardoneanu A., Burlui A. et al. The Link Between Inflammaging and Degenerative Joint Diseases. Int J Mol Sci. 2019 Jan. 31; 20(3): 614.
2. Abramoff B., Caldera F. E. Osteoarthritis: Pathology, Diagnosis, and Treatment Options. Med Clin North Am. 2020 Mar.; 104(2): 293–311.
3. Man G. S., Mologhianu G. Osteoarthritis pathogenesis – a complex process that involves the entire joint. J. Med. Life. 2014. Vol. 7, № 1. P. 37–41.
4. O'Neill T. W., McCabe P. S., McBeth J. Update on the epidemiology, risk factors and disease outcomes of osteoarthritis. Best Pract Res Clin Rheumatol. 2018 Apr.; 32(2): 312–326.
5. Hunter D. J., Bierma-Zeinstra S. Osteoarthritis. Lancet. 2019 Apr. 27; 393(10182): 1745–1759.
6. Martel-Pelletier J., Farran A., Montell E. et al. Discrepancies in composition and biological effects of different formulations of chondroitin sulfate. Molecules. 2015. Vol. 20, № 3. P. 4277–4289.
7. Bishnoi M., Jain A., Hurkat P., Jain S. K. Chondroitin sulphate: a focus on osteoarthritis. Glycoconj. J. 2016. Vol. 33, № 5. P. 693–705.
8. Theocharis A. D., Manou D., Karamanos N. K. The extracellular matrix as a multitasking player in disease. FEBS J. 2019 Aug.; 286(15): 2830–2869.
9. Honvo G., Bruyère O., Reginster J. Y. Update on the role of pharmaceutical-grade chondroitin sulfate in the symptomatic management of knee osteoarthritis. Aging Clin Exp Res. 2019 Aug.; 31(8): 1163–1167.
10. Vitetta L., Coulson S., Linnane A. W., Butt H. The gastrointestinal microbiome and musculoskeletal diseases: a beneficial role for probiotics and prebiotics. Pathogens. 2013 Nov. 14; 2(4): 606–26.
11. Bravo-Blas A., Wessel H., Milling S. Microbiota and arthritis: correlations or cause? Curr. Opin. Rheumatol. 2016. Vol. 28(2). P. 161–167.
12. Breban M. Gut microbiota and inflammatory joint diseases. Joint Bone Spine. 2016 Dec.; 83(6): 645–649.
13. Biver E., Berenbaum F., Valdes A. M. et al. Gut microbiota and osteoarthritis management: An expert consensus of the European society for clinical and economic aspects of osteoporosis, osteoarthritis and musculoskeletal diseases (ESCEO). Ageing Res Rev. 2019 Nov.; 55: 100946.
14. Vplyv okysnoho stresu na riven ekspresii heniv TGF–β i HGF u pechintsi shchuriv v umovakh tryvaloi shlunkovoi hipokhlorhidrii ta za vvedennia multyprobiotyka Cymbiter / K. O. Dvorshchenko ta in. Ukr. biokhim. zhurn. 2013. T. 85, № 5. S. 114–123.
15. Abdulakhad K. F. A. Doslidzhennia vplyvu multyprobiotykiv hrupy "Symbiter" na sekretornu funktsiiu shlunka u shchuriv v umovakh tryvaloi hiperhastrynemii: avtoref. dys. ….kand. biol. nauk: 03.00.13 / Kusai F. Abdulakhad Abdulakhad ; Kyivs. nats. un-t im. Tarasa Shevchenka. Kjiv, 2012. 20 s.
16. Baragi V. M., Becher G., Bendele A. M. et al. A new class of potent matrix metalloproteinase 13 inhibitors for potential treatment of osteoarthritis: Evidence of histologic and clinical efficacy without musculoskeletal toxicity in rat models. Arthritis. Rheum. 2009. Vol. 60 (7). P. 2008–2018.
16. Dubinina E. E., Burmistrov S. O., Hodov D. A., Porotov I. G. Okislitelnyie modifikatsii belkov syivorotki krovi cheloveka, metod ee opredeleniya. Voprosyi meditsinskoy himii. 1995. # 1. S. 24–26.
17. Ellman G. Tissue sulfhydryl groups. Arch. Biochem. Biophys. 1959. Vol. 82, № 1. P. 70–77.
18. Lauridsen C. From oxidative stress to inflammation: redox balance and immune system. Poult Sci. 2019 Oct. 1; 98(10): 4240–4246.
19. Drevet S., Gavazzi G., Grange L. et al. Reactive oxygen species and NADPH oxidase 4 involvement in osteoarthritis. Exp. Gerontol. 2018. Vol. 111. P. 107–117.
20. Zahan O. M., Serban O., Gherman C., Fodor D. The evaluation of oxidative stress in osteoarthritis. Med Pharm Rep. 2020 Jan.; 93(1): 12–22.
21. Hawkins C. L, Davies M. J. Detection, identification, and quantification of oxidative protein modifications. J Biol Chem. 2019 Dec. 20; 294(51): 19683–19708.
22. Lévy E., El Banna N., Baille D. et al. Causative Links between Protein Aggregation and Oxidative Stress: A Review. Int J Mol Sci. 2019 Aug. 9; 20(16): 3896.
23. Sánchez-Rodríguez M. A., Mendoza-Núñez V. M. Oxidative Stress Indexes for Diagnosis of Health or Disease in Humans. Oxid Med Cell Longev. 2019 Nov. 25; 2019: 4128.
24. Baba S. P. and Bhatnagar A. Role of thiols in oxidative stress. Curr Opin Toxicol. 2018 Feb.; 7: 133–139.
25. Mardinoglu A., Shoaie S., Bergentall M., Ghaffari P. et al. The gut microbiota modulates host amino acid and glutathione metabolism in mice. Mol Syst Biol. 2015 Oct. 16; 11(10): 834.
26. Schmacht M., Lorenz E., Senz M. Microbial production of glutathione. World J Microbiol Biotechnol. 2017 Jun;33(6):106.
27. Xu C., Shi Z., Shao J. et al. Metabolic engineering of Lactococcus lactis for high level accumulation of glutathione and S-adenosyl-L-methionine // World J. Microbiol Biotechnol. 2019 Nov. 14; 35(12): 185.
28. Domingues R. M., Domingues P., Melo T. et al. Lipoxidation adducts with peptides and proteins: deleterious modifications or signaling mechanisms? J. Proteomics. 2013. Vol. 92. P. 110–131.
29. Davies M. J. Protein oxidation and peroxidation. Biochem. J. 2016 Apr. 1; 473(Pt 7): 805–825.
30. Ajisaka K., Oyanagi Y., Miyazaki T., Suzuki Y. Effect of the chelation of metal cation on the antioxidant activity of chondroitin sulfates // Biosci Biotechnol Biochem. 2016. Vol. 80(6). P. 1179–1185.
31. Stabler T. V., Huang Z., Montell E. et al. Chondroitin sulphate inhibits NF-κB activity induced by interaction of pathogenic and damage associated molecules. Osteoarthritis Cartilage. 2017. Vol. 25(1). P. 166–174.
32. Iankovskyi D. S., Shyrobokov V. P., Dyment H. S. Innovatsiini tekhnolohii ozdorovlennia mikrobiomu liudyny. Nauka innov. 2018, 14(6): 5–17.
33. Wieërs G., Belkhir L., Enaud R. et al. How Probiotics Affect the Microbiota. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/32010640 Front Cell Infect. Microbiol. 2020 Jan. 15; 9: 454.
