ФУНКЦІОНАЛЬНІ ХАРАКТЕРИСТИКИ ПЕРИТОНЕАЛЬНИХ ФАГОЦИТІВ ЩУРІВ ІЗ 6-ОHDA- ТА ЛПС-ІНДУКОВАНОЮ ХВОРОБОЮ ПАРКІНСОНА
DOI 10.17721/1728.2748.2022.88.41-46
Ключові слова:
хвороба Паркінсона, перитонеальні макрофаги, MALT, реактивні форми кисню, 6-ОHDA, ЛПСАнотація
Перитонеальні макрофаги (ПМ) належать до лімфоїдної тканини, асоційованої із сальником (OALT), яка має багато спільних рис з лімфоїдною тканиною, асоційованою зі слизовими оболонками (MALT). Однак біологічні характеристики цієї тканини ще повністю не з'ясовані. Результати значної кількості експериментальних досліджень переконливо ілюструють інтегративну роль OALT та ПМ у її складі у системному запаленні, яке є важливим компонентом патофізіології численних захворювань запальної етіології, до яких належить хвороба Паркінсона (ХП) – хронічне системне запальне захворювання, глибоке розуміння патофізіології якого необхідне для розробки методів його ранньої діагностики, профілактики та лікування. У роботі проведено порівняльну характеристику метаболічних та фенотипових показників ПМ у щурів з різними моделями ХП: індукованою інтрацеребральним уведенням 6-гідроксидофаміну (6-OHDA) та бактеріального ліпополісахариду (ЛПС). Розвиток ХП констатували за результатами поведінкових тестів. Фенотипово-функціональні властивості ПМ характеризували за їх фагоцитарною активністю, оксидативним метаболізмом та рівнем експресії маркерів про- та протизапальної поляризованої активації (CD 80/86 та CD 206, відповідно), які визначали методом проточної цитометрії. Розвиток ХП у тварин з обома моделями супроводжувався поведінковими розладами, більш виразними у тварин з ЛПС-індукованою моделлю. Фенотипово-функціональні характеристики ПМ тварин із 6-OHDA-індукованою ХП вказують на їх функціональне виснаження в результаті тривалого системного запального процесу. Функціональний стан ПМ у щурів з ЛПС-індукованою хворобою засвідчує їх участь у спонтанній резолюції системного запалення.
Посилання
Bezard E., Yue Z., Kirik D., Spillantini M. G. Animal models of Parkinson's disease: limits and relevance to neuroprotection studies. MovDisord. 2013; 28(1):61-70. https://doi.org/10.1002/mds.25108
Bido S., Muggeo S., Massimino L. et al. Microglia-specific overexpression of α-synuclein leads to severe dopaminergic neurodegeneration by phagocytic exhaustion and oxidative toxicity. NatCommun. 2021; 12, 6237. https://doi.org/10.1038/s41467-021-26519-x
Deng I., Corrigan F., Zhai G., Zhou X. F., Bobrovskaya L. Lipopolysaccharide animal models of Parkinson's disease: Recent progress and relevance to clinical disease. Brain Behav Immun Health. 2020; 18;4:100060. https://doi.org/10.1016/j.bbih.2020.100060
Dogra N., Mani R. J., Katare D. P. The Gut-Brain Axis: Two Ways Signaling in Parkinson's Disease. Cell MolNeurobiol. 2021; 42(2): 315-332. https://doi.org/10.1007/s10571-021-01066-7
Eidson L. N., Kannarkat G. T., Barnum C. J., Chang J., Chung J., Caspell-Garcia C., Taylor P., Mollenhauer B., Schlossmacher M. G., Ereshefsky L., Yen M., Kopil C., Frasier M., Marek K., Hertzberg V. S., Tansey M. G. Candidate inflammatory biomarkers display unique relationships with alpha-synuclein and correlate with measures of disease severity in subjects with Parkinson's disease. J. Neuroinflammation. 2017; 14(1):164. https://doi.org/10.1186/s12974-017-0935-1
Edholm E. S., Rhoo K. H., & Robert J. Evolutionary Aspects of Macrophages Polarization. Results and problems in cell differentiation. 2017; 62, 3–22. https://doi.org/10.1007/978-3-319-54090-0_1
Gardai S. J., Mao W., Schüle B., Babcock M. C., Schoebel S., Lorenzana C., Alexander J., Kim S., Glick H., Hilton K. J., Fitzgerald J. K., Buttini M., Chiou S., Mc Conlogue L., Anderson J., Schenk D., Bard F., Langston J. W., Yednock T., Johnston J. Elevated Alpha-Synuclein Impairs Innate Immune Cell Function and Provides a Potential Peripheral Biomarker for Parkinson's Disease. 2013; PLoS ONE, 8. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0071634
Harms A. S., Ferreira S. A., Romero-Ramos M. Periphery and brain, innate and adaptive immunity in Parkinson's disease. Acta Neuropathol. 2021; 141(4):527-545. https://doi.org/10.1007/s00401-021-02268-5
Hoban D. B., Connaughton E., Connaughton C., Hogan G., Thornton C., Mulcahy P., Moloney T. C., Dowd E. Further characterisation of the LPS model of Parkinson's disease: a comparison of intra-nigral and intra-striatal lipopolysaccharide administration on motor function, microgliosis and nigrostriatalneurodegeneration in the rat. BrainBehavImmun. 2013; 27(1):91-100. https://doi.org/10.1016/j.bbi.2012.10.001
Iancu R., Mohapel P., Brundin P., Paul G. Behavioral characterization of a unilateral 6-OHDA-lesion model of Parkinson's disease in mice. Behav Brain Res. 2005; 162(1):1-10. https://doi.org/10.1016/j.bbr.2005.02.023
Isung J., Isomura K., Almqvist C., Lichtenstein P., Larsson H., Wester T., Rück C., Fernándezdela Cruz L., Sidorchuk A., Mataix-Cols D. Association of chronic and acute inflammation of the mucosa-associated lymphoid tissue with psychiatric disorders and suicidal behavior. Translational psychiatry. 2019; 9(1), 227. https://doi.org/10.1038/s41398-019-0568-5.
Klann E. M., Dissanayake U., Gurrala A., Farrer M., Shukla A. W., Ramirez-Zamora A., Mai V., Vedam-Mai V. The Gut-Brain Axis and Its Relation to Parkinson's Disease: A Review. Front Aging Neurosci. 2022;.13:782082. doi: 10.3389/fnagi.2021.782082.
Kourtzelis I., Hajishengallis G., &.Chavakis T. Phagocytosis of Apoptotic Cells in Resolution of Inflammation. Frontiers in immunology. 2020;.11: 553. https://doi.org/10.3389/fimmu.2020.00553
Leite-Almeida H., Almeida-Torres L., Mesquita A. R., Pertovaara A., Sousa N., Cerqueira J. J., Almeida A. The impact of age one motional and cognitive behaviour striggered by experimental neuropathy in rats. Pain. 2009; 144(1-2):57-65..doi: 10.1016/j.pain.2009.02.02
Liu T., Liu F., Peng L. W., Chang L., Jiang Y. M. The Peritoneal Macrophages in Inflammatory Diseases and Abdominal Cancers. Oncol Res. 2018 Jun 11;.26(5):817-826. https://doi.org/10.3727/096504017X15130753659625
Louveau A., Smirnov I., Keyes T. et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 2015; 523, 337–341. https://doi.org/10.1038/nature14432
Natale G., Limanaqi F., Busceti C. L., Mastroiacovo F., Nicoletti F., Puglisi-Allegra S., Fornai F. Glymphatic Systemas a Gate way to Connect Neurodegeneration From Periphery to CNS. Front. Neurosci. 2021;.15:639140. https://doi.org/10.3389/fnins.2021.639140
Öberg M., Fabrik I., Fabrikova D., Zehetner N., Härtlova A. The role of in nate immunity and inflammation in Parkinson's disease. Scand J Immunol. 2021; 93(5):e13022. https://doi.org/10.1111/sji.13022
Oliynyk Z., Marynchenko A., Rudyk M., Dovbynchuk T., Dzyubenko N., Tolstanova G. Functional changes in peripheral phagocytes in rats with lps-induced parkinson's disease. Mugla Journal of Science and Technology. 2021; 7 (2), 73-78. https://doi.org/10.22531/muglajsci.957174
Paxinos G. And Watson C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 6-th Edition, San Diego: Academic Press. 2007; 456 р.
Rudyk M. P., Pozur V. V., Voieikova D. O., Hurmach Y. V., Khranovska N. M., Skachkova O. V., Svyatetska V. M., Fedorchuk O. G., Skivka L. M., Berehova T. V., Ostapchenko L. I. Sex-based differences in phagocyte metabolic profile in rats with monosodium glutamate-induced obesity. Sci Rep. 2018; 8(1):5419. https://doi.org/10.1038/s41598-018-23664-0
Talanov S. A., Oleshko N. N., Tkachenko M. N., Sagach V. F. Pharmacoprotective influences on different links of the mechanism underlying 6-hydroxydopamine-induced degeneration of nigro-striatal dopaminergic neurons. Neurophysiology. 2006; 38 (2): 128-133.
Tan E. K., Chao Y. X., West A. et al. Parkinson disease and the immune system — associations, mechanisms and therapeutics. Nat Rev Neurol 2020; 16: 303–318. https://doi.org/10.1038/s41582-020-0344-4.
Zhang X., Goncalves R., Mosser D. M. The isolation and characterization of murine macrophages. Curr ProtocImmunol. 2008; Chapter 14:Unit 14.1. https://doi.org/10.1002/0471142735.im1401s83
